原創： STEMCELL

阿爾茨海默?。?span>Alzheimer's disease，AD）是最常見的神經退行性疾病。Alzheimer's association（AAIC）的數據顯示：

l AD是美國排名第六的致死原因。

l AD患者的看護需要大量的精力，也給家庭帶來了巨大的經濟負擔。

l 2000-2017年間，死于心臟疾病的患者下降了9%，而死于AD的患者增加了145%。

l 每3個老年人中就有1個死于AD或者另外一種癡呆（dementia）。

l 2019年，AD和dementia在美國預計的花費為2900億美金，這個數字預計會在2050年到達11000億美金。

l 2019年，美國AD患者的人數在580萬，這個數字預計在2050年到達接近1400萬。

*數據來源：2019 Alzheimer's Disease Facts and Figures Report

引起AD的原因目前尚未明確，疾病發展目前認為與大腦中的Beta-Amyloid和Tau蛋白有關，近期也有研究認為大腦中的免疫細胞 - 小膠質細胞可能介導了Tau蛋白聚集。目前AD的研究工具包括原代神經元，轉基因動物模型，3D腦類器官等。

3D腦類器官

靈長類動物的大腦是高度復雜和有組織性的結果，2D的原代神經元模型包括hPSC衍生的神經元模型重現腦組織復雜結構的能力較為有限，而嚙齒類動物（包括小大鼠）與靈長類動物的大腦相比結構更加簡單（不含有OSVZ區域）。hPSC衍生的腦類器官則是一種三維（3D）體外培養系統，能夠重現人腦發育過程和發育中的人腦結構。它們提供了一種模擬人體生理環境的體外模型，專用于研究人神經系統特有的神經發育和疾病過程。

而從FAD和一些SAD病人的iPS衍生的神經元具有Tau蛋白的磷酸化水平升高和Beta-Amyloid聚集，從AD病人來源的3D腦類器官也同時具有Beta-Amyloid的聚集和類似neurofibrillary tangles的Tau磷酸化水平升高。因此，近期也有很多科學家使用3D腦類器官進行AD的相關研究。

STEMdiff?腦類器官試劑盒為無血清培養系統，用于從人ES和iPS生成腦類器官。它是基于由Madeline Lancaster和Jürgen Knoblich教授所發布的配方¹。

圖1. 使用STEMdiff?腦組織類器官試劑盒生成的腦組織類器官

（A）使用STEMdiff? 腦組織類器官試劑盒在第40天生成的整個腦組織類器官的相位對比圖。箭頭所指處為皮層類似區域。（B）免疫組化分析結果顯示這些皮層類似區域具有頂祖標志物PAX6（紅色）和神經標志物β-tubulin III（綠色）。（C-F）（B）圖框內區域的放大圖像。（C）PAX6 (紅色) / β-tubulin III (綠色)。（D） CTIP2 (紅色) / β-tubulin III (綠色)。（E）和（F）Ki-67（綠色）和核染料DAPI（藍色）共同標記的增殖中的組細胞。（F）室下區類似區域可見一個額外的Ki-67+細胞群。比例尺=（A）1 mm，（B）500 μm 和（C-F）200 μm。在培養腦類器官時，與那些未經質控的自配試劑相比，該試劑盒顯著提升了類器官（包括從難分化的細胞系）形成的效率（圖2）。

（A）圖2. 與使用未經質控的試劑所生成的腦類器官相比，使用STEMdiff?腦類器官試劑盒生成的腦類器官在質量、產量和標志物表達上的表現都更為優異。

（A）使用STEMdiff?腦類器官試劑盒生成的腦類器官，在第40天發展出厚組織樣結構，且直徑超過 1 mm。（B）使用未經質控的試劑生成的類器官在第40天并未發育出厚組織，而是形成了較大的含液胞囊。（C）RT-qPCR分析顯示，在使用STEMdiff?腦類器官試劑盒所生成的腦類器官中，神經祖細胞與成熟神經元出現上調；（D）對比之下，采用未經質控的試劑生成的類器官顯示出較差的神經元標志物表達（平均數 ± SEM，每個細胞系的n = 2；每個分析涉及6個類器官）。數據以18S/TBP為標準，并與未分化的hPSC對照組相比較。（A）和（B）的比例尺 = 1 mm

已使用腦類器官進行造模的疾病有：

l 小頭畸形²

l ZIKA病毒誘導的小頭畸形^3-6

l 可卡因的作用⁷

l 自閉癥譜系障礙/提摩西綜合癥⁸

l 阿爾茨海默病⁹

l 小膠質瘤¹⁰

^l Miller-Dieker綜合癥^11-12

如何從人多能干細胞生成腦類器官？

如何從人多能干細胞生成腦類器官的詳細操作步驟，包括類胚體的形成、神經誘導、神經上皮擴張和類器官的成熟（圖3）。

圖3. 腦類器官生成示意圖

將在mTeSR1?中維持培養的人多能干細胞（胚胎干細胞或誘導多能干細胞）使用溫和細胞解離試劑（GCDR）解離為單細胞懸液，以密度為9000細胞/孔接種至U-Bottom 96孔超低粘附培養板（Corning®）中，接種培養基為EB形成培養基 + 10 μM Rho-kinase抑制劑（ROCKi）。每隔2天更換為不含ROCKi的EB形成培養基。5天之后，將EBs轉移到含有誘導培養基的24孔超低粘附培養板（Corning®）中。對EB培養2天后，使用液體Matrigel®（減少生長因子，Corning®）包被EBs。接下來將它們轉移到經過無組織培養處理的6孔板（12-16類器官/孔）中。嵌入的類器官在擴張培養基中維持培養3天。在第10天時，將類器官轉換到成熟培養基中，然后放置在RPM為57-95的定軌搖床（Infors HT）上對其進行培養。在成熟培養基中，每3-4天進行換液。在第40天時，類器官進行RT-qPCR分析或冰凍切片后進行免疫染色。EBs形成、誘導和類器官擴張的比例尺 = 300 μm。類器官成熟的比例尺 = 1 mm。

原代神經元培養
標準化的神經元培養添加物（如Brewer's B27）包含了多種復雜的成分13-15。這些原料及相關制造過程的質量差異性都將導致該添加物的品質的變化，已有報道表明該情況會對神經元培養造成負面影響15，16。

NeuroCult? SM1（STEMCELL優化后的）是根據已發表B27配方1開發設計的，且經過優化，對于支持成熟神經元的培養具有更出色的一致性（圖4）。NeuroCult? SM1神經元培養基添加物的設計和生產均為培養出可重復的、高品質的培養物做了充足的準備。在開發過程中，我們首先對已發表的添加物進行了多因素實驗13,14，確定NeuroCult? SM1的配方和原料的精確規格。精選的原料由可靠的供應商提供，并選用適當的重組或合成原材料作為組分的替代物。隨后，建立最佳的制造工藝來生產這些多組分添加物。

圖4. 使用SM1培養體系培養的大鼠原代神經元具有突觸前和突觸后標志物的表達

在SM1培養體系中培養的E18大鼠原代皮層神經元。在培養第21天，神經元表型成熟，具有廣泛的樹突棘表達和樹突前標志物synapsin（A，C；綠色）和樹突后標志物PSD-95（A，B；紅色）的表達和分布。Synapsin集中在神經元胞體和軸突上分散的小突分布，軸突由MAP2（A，D；藍色）標記。

與競品（添加有B27的Neurobasal^®）相比，SM1培養系統中具有更多β-微管蛋白III陽性表達的神經元，細胞活力顯著提升（圖5），并且SM1批次間的穩定性要更好。另外，我們發現神經元在添加有SM1的培養基中具有更多的神經突生長/分支，以及正常的電生理特征（實驗數據未顯示）。

圖5. SM1培養體系可大大提高細胞存活率

（A）在SM1培養體系或競品體系（添加有B27的Neurobasal^®）中培養21天的E18大鼠原代皮層神經元。在SM1體系中培養的神經元數量顯著性高于競品體系（n=4；mean ± 95% CI；*p < 0.05)。（B）在添加有SM1或B27類似競品（競品1，2，3）的Neurobasal^®中培養21天的E18大鼠原代皮層神經元。使用SM1培養的神經元數量與競品相當，但批次間的穩定性較高。

想做神經元的電生理實驗？您需要BrainPhys?神經元培養基。

Do your neurons fire together?

圖6. 在BrainPhys?完全培養基（BP）、Neurobasal®完全培養基（NB）、突觸抑制劑（BP+抑制劑）和咖啡因（BP+咖啡因）條件下培養的神經元的平均連接率。

n=3（每個條件下進行了3次獨立的細胞實驗）；one-way ANOVA，F(3,8) = 854，P<0.0001，使用Tukey's multiple comparisons檢驗：ns=不顯著，????P < 0.0001。圖片引用自Saber WA et al. (2018) All-Optical Assay to Study Biological Neural Networks. Front. Neurosci. 12:451. doi: 10.3389/fnins.2018.00451的圖4D。遵循CC BY 4.0. Copyright © 2018 Afshar Saber, Gasparoli, Dirks, Gunn-Moore and Antkowiak。

參考文獻

1. Lancaster M et al. (2014) Nat Protoc 9(10): 2329-40.

2. Lancaster MA et al. (2013). Nature 501(7467): 373-9.

3. Wells MF et al. (2016). Cell Stem Cell 19(6): 703-8.

4. Garcez PP et al. (2016). Science 352(6287): 816-8.

5. Cugola FR et al. (2016). Nature 534(7606): 267-71.

6. Dang J et al. (2016) Cell Stem Cell 19(2): 258-65.

7. Lee CT et al. (2017). Neuropsychopharmacology 42(3): 774-84.

8. Mariana J et al. (2015) Cell 162(2): 375-90.

9. Raja WK et al. (2016) PLoS One 11(9): E0161969.

10. Hubert CG et al. (2016) Cancer Res 76(8): 2465-77.

11. Bershteyn M et al. (2017) Cell Stem Cell 20(4): 435-49.

12. Iefremova V et al. (2017) Cell Rep 19(1): 50-9.

13. Brewer GJ et al. (1993) J Neurosci Res. 35(5): 567-76.

14. Brewer GJ and Cotman CW. (1989) Brain Res. 494(1):65-74.

15. Chen Y et al. (2008) J Neurosci Methods 171(2):239-47.

16. Cressey D. (2009) Nature 459: 19.